Development of a Thiolysis HPLC Method for the Analysis of

Feb 12, 2018 - (21) The retention and separation of thiolytic products on the Kinetex Coreshell 2.6 μm C18 column may better fit the partition-like r...
1 downloads 12 Views 458KB Size
Subscriber access provided by - Access paid by the | UCSB Libraries

Article

Development of a Thiolysis HPLC Method for the Analysis of Procyanidins in Cranberry Products Chi Gao, David Cunningham, Haiyan Liu, Christina Khoo, and Liwei Gu J. Agric. Food Chem., Just Accepted Manuscript • DOI: 10.1021/acs.jafc.7b04625 • Publication Date (Web): 12 Feb 2018 Downloaded from http://pubs.acs.org on February 16, 2018

Just Accepted “Just Accepted” manuscripts have been peer-reviewed and accepted for publication. They are posted online prior to technical editing, formatting for publication and author proofing. The American Chemical Society provides “Just Accepted” as a service to the research community to expedite the dissemination of scientific material as soon as possible after acceptance. “Just Accepted” manuscripts appear in full in PDF format accompanied by an HTML abstract. “Just Accepted” manuscripts have been fully peer reviewed, but should not be considered the official version of record. They are citable by the Digital Object Identifier (DOI®). “Just Accepted” is an optional service offered to authors. Therefore, the “Just Accepted” Web site may not include all articles that will be published in the journal. After a manuscript is technically edited and formatted, it will be removed from the “Just Accepted” Web site and published as an ASAP article. Note that technical editing may introduce minor changes to the manuscript text and/or graphics which could affect content, and all legal disclaimers and ethical guidelines that apply to the journal pertain. ACS cannot be held responsible for errors or consequences arising from the use of information contained in these “Just Accepted” manuscripts.

Journal of Agricultural and Food Chemistry is published by the American Chemical Society. 1155 Sixteenth Street N.W., Washington, DC 20036 Published by American Chemical Society. Copyright © American Chemical Society. However, no copyright claim is made to original U.S. Government works, or works produced by employees of any Commonwealth realm Crown government in the course of their duties.

Page 1 of 34

Journal of Agricultural and Food Chemistry

 

Development of a Thiolysis HPLC Method for the Analysis of  Procyanidins in Cranberry Products    

Chi Gao#, David G. Cunningham^, Haiyan Liu^, Christina Khoo^, and Liwei Gu#, *    # 

Food Science and Human Nutrition Department, Institute of Food and Agricultural Sciences, 

University of Florida, Gainesville, Florida, 32611, United States  ^

 Ocean Spray Cranberries, Inc. Lakeville‐Middleboro, Massachusetts, 02349, United States 

                     

* Corresponding author: Phone: 352‐294‐3730; Fax: 352‐392‐9467; Email: [email protected]

1   

ACS Paragon Plus Environment

Journal of Agricultural and Food Chemistry

Page 2 of 34

  1 

ABSTRACT 



The  objective  of  this  study  was  to  develop  a  thiolysis  HPLC  method  to  quantify  total 



procyanidins, ratio of A‐type linkages, and A‐type procyanidin equivalents in cranberry products. 



Cysteamine  was  utilized  as  a  low‐odor  substitute  of  toluene‐α‐thiol  for  thiolysis 



depolymerization. Reaction temperature of 70 °C and reaction time of 20 min, in 0.3 M of HCl 



were determined to be an optimum depolymerization condition. Thiolytic products of cranberry 



procyanidins  were  separated  on  a  RP‐HPLC  and  identified  using  high  resolution  mass 



spectrometry. Standards curves of good linearity were obtained on thiolyzed procyanidin dimer 



A2 and B2 external standards. The detection and quantification limits, recovery, and precision of 

10 

this  method  were  validated.    The  new  method  was  applied  to  quantitate  total  procyanidins, 

11 

average degree of polymerization, ratio of A‐type linkages, and A‐type procyanidin equivalents 

12 

in  cranberry  products.  Results  showed  that  the  method  was  suitable  for  quantitative  and 

13 

qualitative analysis of procyanidins in cranberry products.  

14 

KEYWORDS: cranberry, procyanidin, flavan‐3‐ol, HPLC, thiolysis, cysteamine 

2   

ACS Paragon Plus Environment

 

Page 3 of 34

Journal of Agricultural and Food Chemistry

 

15 

INTRODUCTION 

16 

American cranberries (Vaccinium macrocarpon) possess various health benefits due to a 

17 

high content of bioactive procyanidins 1. Procyanidins, also known as condensed tannins, are the 

18 

oligomers  or  polymers  of  (epi)catechin  linked  by  A‐type  or/and  B‐type  inter‐flavan  bonds. 

19 

Cranberries contain both A‐type and B‐type procyanidins. Previous research have been reported 

20 

that an A‐type procyanidin in cranberries contain one or more A‐type interflavan linkages. The 

21 

position  of  A‐type  linkage  can  be  present  between  any  adjacent  (epi)catechin  units  2.  A‐type 

22 

procyanidins in cranberries were known to inhibit the adhesion of E. coli and may prevent urinary 

23 

tract infection whereas B‐type had no such activity 3. 

24 

Several  colorimetric  methods  have  been  applied  to  quantify  total  procyanidins.  These 

25 

methods include the Folin‐Ciocalteu method, hydrochloric acid/butanol assay, vanillin assay, and 

26 

4‐(dimethylamino)‐cinnamaldehyde (DMAC) assay 4. DMAC assay is the most commonly used for 

27 

cranberry  procyanidins  because  of  its  simplicity  and  better  specificity  towards  flavan‐3‐ol 

28 

compared with other methods. However, like all other colorimetric methods, DMAC assay does 

29 

not distinguish A‐type procyanidins from B‐type or total procyanidins  5. A recent study showed 

30 

that the absorbance spectra of DMAC‐procyanidin complex vary considerably per the degree of 

31 

polymerization (DP) and presence of A‐type linkages  6. This study rejected the assumption that 

32 

molar  absorbance  coefficients  of  DMAC‐procyanidin  complex  are  similar  across  the  various 

33 

procyanidin species.   

34 

Normal  phase  HPLC  has  the  capacity  to  separate  procyanidins  from  monomers  to 

35 

decamers  per  DP.  Procyanidins  larger  than  decamers  elute  as  an  unresolved  peak  following 

36 

decamers  4. Procyanidin monomers and dimers are commercially available whereas standards 

3   

ACS Paragon Plus Environment

Journal of Agricultural and Food Chemistry

  37 

for procyanidins with higher DP are not commonly attainable. Robbins et al (2012) developed a 

38 

method  to  quantify  procyanidins  with  different  DPs  using  Response  Factors  relative  to 

39 

epicatechin  as  an  external  standard.  However,  this  method  is  not  applicable  to  cranberries 

40 

because A‐type oligomers cannot be separated from B type due to peak overlapping 7.  

41 

Depolymerization method was used to determine the average degree of polymerization 

42 

of  procyanidins.  The  commonly  used  nucleophile  to  depolymerize  procyanidins  is  toluene‐α‐

43 

thiol. It was observed that A‐type interflavan linkage remain stable during thiolysis while B‐type 

44 

interflavan linkages are cleaved by toluene‐α‐thiol 8. However, toluene‐α‐thiol is impractical for 

45 

routine use in a lab due to its extremely repulsive odor. Cysteamine is a low‐odor substitute of 

46 

toluene‐α‐thiol for thiolysis depolymerization of procyanidins.  It was  used to depolymerize B‐

47 

type procyanidins in grapes but not A‐type procyanidins as those found in cranberries 9. 

48 

Currently  there  is  no  method  that  can  quantify  the  total  amount  of  procyanidins  in 

49 

cranberry products and obtain DP value and ratio of A‐type linkage. It is important to distinguish 

50 

A‐type  procyanidins  and  determine  the  DP  because  both  impact  their  bioactivities  10.  The 

51 

objective of this study was to develop a new quantitative method to simultaneously determine 

52 

total  procyanidins,  average  degree  of  polymerization,  and  the  ratio  of  A‐type  procyanidins  in 

53 

cranberry products. This HPLC method uses cysteamine‐based thiolysis of procyanidins. A single‐

54 

lab validation of this new method was performed according to criteria established by the AOAC 

55 

International for dietary supplements and botanicals 11. 

56 

MATERIALS AND METHODS 

57 

Reagents. HPLC‐grade methanol, methylene chloride, 95% ethanol, acetone, and acetic 

58 

acid  were  purchased  from  Fischer  Scientific  Co.  (Pittsburgh,  PA).  Milli‐Q  water  was  used  as  4   

ACS Paragon Plus Environment

Page 4 of 34

Page 5 of 34

Journal of Agricultural and Food Chemistry

  59 

extraction  solvent  and  HPLC  mobile  phase.  Cysteamine  hydrochloride,  2‐furfurylthiol, 

60 

hydrochloric  acid,  N,  N‐dimethylformamide,  and  Sephadex  LH‐20  were  obtained  from 

61 

Sigma−Aldrich  (St.  Louis,  MO).  Standards  of  procyanidin  A2  and  B2  were  purchased  from 

62 

PhytoLab GmbH & Co. KG (Dutendorfer, Germany). Partially purified cranberry procyanidins (90% 

63 

w/w,  estimated  using  DMAC  method)  were  provided  by  Ocean  Spray  Cranberries,  Inc.  It  was 

64 

purified on Sephadex LH‐20. Cransins® dried cranberry and cranberry juice are products of Ocean 

65 

Spray  Cranberries,  Inc.  (Middleborough,  MA).  A  dietary  supplement  containing  cranberry 

66 

concentrate is a product of Nature’s Bounty, Inc. (Bohemia, NY).  

67 

Thiolysis  of  partially  purified  cranberry  procyanidins.  Ten  mg  of  partially  purified 

68 

cranberry  procyanidins  was  dissolved  in  1.0  mL  95%  ethanol  to  prepare  10  mg/mL  cranberry 

69 

procyanidins solution. Eighty microliters of this solution was depolymerized using 80 µL of 500 

70 

mg/mL cysteamine dissolved in 95% ethanol after acidity was adjusted to 0.4 M using 12 M HCl. 

71 

The mixture was placed in 60 °C water bath for 20 min and immediately transferred into ‐20 °C 

72 

freezer  after  reaction.  The  solution  was  filtered  through  polypropylene  filter  unit  (0.45  µm) 

73 

before injected for HPLC analysis. 

74 

Instrumentation  and  HPLC  methods.  Procyanidins  before  and  after  thiolysis  were 

75 

analyzed using normal phase HPLC to examine the completeness of depolymerization according 

76 

to a published method  2. They were separated on a Luna silica column (250 × 4.6 mm, 5 μm, 

77 

Phenomenex, Torrance, CA) at a flow rate of 1.0 mL/min on an Agilent 1200 HPLC system (Palo 

78 

Alto, CA). The binary gradient consisted of dichloromethane, methanol, water, and acetic acid 

79 

[(A) 82:14:2:2; v/v/v/v] and methanol, water, and acetic acid [(B) 96:2:2; v/v/v]. The gradient was 

80 

as follows: 0‐20 min, 0‐11.7% B; 20‐50 min, 11.7‐25.6% B; 50‐55 min, 25.6‐87.7% B; 55‐65min,  5   

ACS Paragon Plus Environment

Journal of Agricultural and Food Chemistry

  81 

87.7%  B;  65‐70  min,  87.7‐0%  B,  followed  by  a  5‐min  equilibration  period.  The  peaks  were 

82 

monitored by fluorescence detection with excitation at 231 nm and emission at 320 nm.  

83 

Thiolytic products of procyanidins were separated on the reversed phase HPLC columns 

84 

using water (2% acetic acid) as solvent A and methanol as solvent B. The column temperature 

85 

was  set  at  25  °C.  The  detection  wavelength  was  280  nm  with  8  nm  of  width.  The  reference 

86 

wavelength was 400 nm with 10 nm of width. The gradient and flow rate were optimized for the 

87 

best  separation  with  peak  resolution  Rs  ≥  1  and  shortest  running  time  11.  Separation  was 

88 

compared  between  two  columns:  a  StableBond  C18  column  (5  µm,  250  ×  4.6  mm,  Agilent 

89 

Technologies,  Palo  Alto,  CA)  and  a  Kinetex  C18  column  (2.6  µm,  150  ×  3  mm,  Phenomenex, 

90 

Torrance,  CA).  The  mass  spectra  of  thiolytic  products  were  acquired  at  positive  mode  using 

91 

electrospray ionization on Agilent 6220 ESI‐TOF mass spectrometer (Agilent Technologies, Palo 

92 

Alto, CA). The thiolytic reactions and structures of thiolytic products are shown in Figure 1. The 

93 

retention times of each thiolytic product on HPLC is listed in Table 3. 

94 

Impacts  of  reaction  conditions  on  thiolysis.  Impacts  of  temperature,  reaction  time, 

95 

acidity, and fold excess of thiolytic reagents on the yields of thiolytic adducts were evaluated 

96 

using single factor experiments. Ten mg of partially purified cranberry procyanidins was dissolved 

97 

in 1.0 mL 95% ethanol to prepare 10 mg/mL cranberry procyanidins solution. Eighty microliters 

98 

of this solution was depolymerized using 80 µL of cysteamine dissolved in 95% ethanol. Acidity 

99 

was adjusted using 12 M HCl. Temperature was tested at three levels (60, 70, 80  oC). Reaction 

100 

time and acidity of solution were tested at four levels (10, 15, 20, 25 min) (0.1, 0.2, 0.3, 0.4 M). 

101 

Fold excess of cysteamine was tested at 2, 5, 10, and 50 folds. Completion of depolymerization 

102 

was  monitored  using  normal  phase  HPLC.  The  peak  areas  of  individual  thiolytic product  were  6   

ACS Paragon Plus Environment

Page 6 of 34

Page 7 of 34

Journal of Agricultural and Food Chemistry

  103 

obtained using reserved phase HPLC under optimized conditions. They were compared between 

104 

different depolymerization conditions to obtain the optimal thiolytic reaction conditions. 

105 

Extraction  and  purification  of  procyanidins  from  cranberry  products.  Craisin  dried 

106 

cranberry  and  cranberry  concentrate  dietary  supplement  were  extracted  using  a  published 

107 

method  4. One gram of ground sample was extracted in 10 mL of 70% (v/v) aqueous acetone 

108 

acidified with 0.5% (v/v) of acetic acid in 15‐mL capped test tube. The tube was vortexed for 1 

109 

min followed by sonication at 25 oC for 10 min. Then the tube was remained at room temperature 

110 

in darkness for 20 min. Additional 5 minutes of sonication was conducted before the tube was 

111 

centrifuged at 2265 g for 15 min. Eight mL of extract was pipetted into a 50‐mL tube, and the 

112 

solvent was evaporated under partial vacuum at 25 oC in a SpeedVac concentrator (ISS110‐115, 

113 

Thermo, Marietta, OH). The dried residue was dispersed in 5 mL of 30% (v/v) aqueous methanol 

114 

before loading onto a solid phase extraction (SPE) column. The SPE column was a 12‐mL tube 

115 

containing 3 g of Sephadex LH‐20 which were equilibrated in 30% aqueous methanol for 4 hours. 

116 

Cranberry juice (2.0 mL) was loaded to SPE column without extraction. Samples were loaded to 

117 

SPE columns at a flow rate of 0.25 mL/min. Forty ml of 30% aqueous methanol was used to elute 

118 

the column to remove sugars and other phenols at the flow rate of 1.25 mL/min. Procyanidins 

119 

were recovered from SPE column by eluting with 60 mL of 70% (v/v) aqueous acetone at a flow 

120 

rate of 0.63 mL/min. The eluents were evaporated in a SpeedVac concentrator and residues were 

121 

dissolved in 2 mL of 95% ethanol before thiolysis reaction.  

122 

Standard curves and linearity. Procyanidin A2 and B2 were dissolved in 95% ethanol with 

123 

concentration  ranging  from  0.01  mg/mL  to  10  mg/mL.  Standard  solutions  of  different 

124 

concentrations  were  depolymerized  under  the  optimized  thiolysis  conditions  (20  minutes  of  7   

ACS Paragon Plus Environment

Journal of Agricultural and Food Chemistry

  125 

reaction  time,  70  °C  of  reaction  temperature, 0.30  M  of  HCl,  and  500  mg/mL  of  cysteamine). 

126 

Depolymerized samples were analyzed using reversed phased HPLC with the optimized method 

127 

after filtration through 0.45 µm filter unit. Three standards curves were generated for different 

128 

thiolytic  products  of  procyanidins  according  to  Table  2.  The  calibration  curves  were  weighed 

129 

using least squares method in Minitab (Version 17.1.0, Minitab  Inc., State College, PA). Curve 

130 

weighing  was  applied  to  adjust  the  data  by  a  factor  related  to  an  inverse  function  of  the 

131 

concentration  12. Under different weighing factors, estimated concentrations calculated based 

132 

on the calibration curve were converted to the recovery. Relative Error (RE) was the difference 

133 

between recovery and 100%.  The weighing factor that results in the lowest sum of the relative 

134 

error possesses the highest possibility to be the most appropriate one. Correlation coefficient (R2 

135 

> 0.98) of each calibration curve and relative error (RE0.98. Among them, the least sum of relative errors was observed when using 1/x  as a 

306 

weighing factor. The relative error of each data point was lower than 20% except the two lowest 

307 

points  0.01  and  0.025  mg/mL.  Therefore,  for  the  sum  of  catechin  and  epicatechin,  1/x  was 

308 

considered  the  best  weighing  factor  and  the  linearity  range  was  determined  to  be  0.05‐20 

309 

mg/mL.  For  the  thio‐epicatechin,  the  lowest  sum  of  relative  error  and  acceptable  R2  (0.9934) 

310 

indicated the best weighing factor as 1/x2.    

311 

The  calibration  curve  and  linearity  ranges  are  summarized  in  Table  5.  The  limit  of 

312 

detection  and  quantification  were  calculated  based  on  the  average  of  slopes  and  standard 

313 

deviation  of  intercepts  of  calibration  curves  using  the  best  weighing  factor.  The  LOQ  of 

314 

procyanidin A2 (0.050 mg/mL) was comparable to that of catechin + epicatechin (0.054 mg/mL) 

315 

and thio‐epicatechin (0.030 mg/mL). The LOQs were all higher or equal to the lower end of linear 

316 

range, which suggested that the data were valid. The LOD of catechin + epicatechin was about 5 

317 

times higher than epicatechin reported in a previous HPLC‐UV method where epicatechin was 

318 

analyzed without a chemical reaction and S/N=3 was used to define LOD  26. LOD in the present 

319 

research was calculated using a more conservative statistical approach  14. The higher LOD was 

320 

also attributed to larger deviation of data caused by the thiolysis reaction of standards.  16   

ACS Paragon Plus Environment

Page 16 of 34

Page 17 of 34

Journal of Agricultural and Food Chemistry

  321 

Accuracy. Accuracy of this method was tested using a spike and recovery study at three 

322 

concentrations (Table 6). In a blank liquid matrix of Gatorade, accuracy was 84.8% and 109% at 

323 

low  concentration.  The  values  met  the  suggested  criteria  of  AOAC  International  which  is  85‐

324 

110%.  However,  at  low  concentration  in  a  blank  solid  matrix  of  wheat  flour,  recoveries  were 

325 

76.6% and 82.1%, which were lower than the suggested standard by AOAC International. But at 

326 

medium and high concentration for both matrixes, recovery values were within the range of 84% 

327 

to  108%,  which  closely  matched  the  AOAC  suggested  criteria  (90‐108%).  The  solid  matrix 

328 

underwent an addition extraction step before purification on SPE compared to liquid matrix. It 

329 

explained the lower recovery rate in flour than in Gatorade beverage. Overall, the recovery values 

330 

were higher than 84%, suggesting that accuracy of the method was appropriate. 

331 

Precision.  Precision  was  tested  at  three  concentrations.  At  medium  and  high 

332 

concentrations, the relative standard deviations of analyses were below 7.5% for the intra‐day 

333 

assays  and  below  9%  for  the  inter‐day  assays,  except  for  a  high  value  of  13%  for  medium 

334 

concentration of procyanidin B2 spiked in wheat flour.  At a low concentration of 0.5 mg/g or 0.5 

335 

mg/mL, precision for both intra‐day and inter‐day precision were above 10% with two exceptions 

336 

of  7.9%  and  9.2%  (Table  6).  The  precision  values  at  low  concentration  were  higher  because 

337 

dilution of sample contributes to large errors and uncertainty. AOAC International suggests the 

338 

repeatability  of  concentrations  of  0.1%  and  0.01%  as  3%  and  4%,  respectively.  Although  the 

339 

obtained results were higher than suggested, these values were at acceptable levels considering 

340 

the complicated sample preparation steps which included extraction, purification using SPE and 

341 

a chemical reaction.  

17   

ACS Paragon Plus Environment

Journal of Agricultural and Food Chemistry

  342 

Method application on cranberry products. This method was applied to quantitate and 

343 

characterize  procyanidins  in  craisins,  cranberry  juice,  and  a  dietary  supplement  containing 

344 

cranberry concentrate. The data are shown in Table 7. Cranberry dietary supplement contained 

345 

the highest amount of procyanidins at 0.915 mg/g. However, this value was markedly lower than 

346 

the  labeled  procyanidin  concentration  of  187  mg/g  which  was  mostly  likely  obtained  using  a 

347 

DMAC colorimetric method. The large variance may also result from the coexisting of fruit matrix 

348 

or impurities in the cranberry concentrate powder. The total procyanidin content in cranberry 

349 

juices was 0.140 mg/mL, which was within a reported range of 0.044‐0.777 mg/mL which was 

350 

measured using DMAC method with procyanidin A2 as a standard (Feliciano and others 2012). 

351 

Craisins contained higher amount of total procyanidins with significantly larger ADP than that in 

352 

cranberry  juice.  Ratios  of  A‐type  linkage  for  procyanidins  in  cranberry  juice  was  significantly 

353 

higher  that  of  craisins.  Their  average  degrees  of  polymerization  (ADP)  were  similar.  It  was 

354 

reported that juicing process resulted in loss of procyanidins and cleavage of B‐type interflavan 

355 

bonds 19. Possible changes of procyanidins during processing of Craisins have not been reported. 

356 

A‐type procyanidin equivalents (APE) reflect the absolute amount of flavan‐3‐ols linked by A‐type 

357 

linkages. Table 7 shows that cranberry dietary supplement contained the highest APE whereas 

358 

cranberry  juice  contained  the  least.  APE  is  a  new  concept  for  A‐type  procyanidins  and  it  may 

359 

correlate better with the bioactivity of cranberry procyanidins than total procyanidins because 

360 

only A‐type procyanidins in cranberries have anti‐adhesion activity.  

361 

In  conclusion,  cysteamine  was  utilized  as  a  low‐odor  substitute  of  toluene‐α‐thiol  for 

362 

thiolysis depolymerization of procyanidins. Reaction temperature of 70 °C and reaction time of 

363 

20 min, with 0.3 M of HCl were determined as an optimum depolymerization condition. A 36‐min  18   

ACS Paragon Plus Environment

Page 18 of 34

Page 19 of 34

Journal of Agricultural and Food Chemistry

  364 

reversed phase HPLC gradient was developed for separation of cranberry procyanidin thiolytic 

365 

products.  Procyanidin  dimer  A  and  dimer  B  were  used  as  external  standards.  Single‐lab 

366 

validations of the method including detection and quantification limits, linearity, precision and 

367 

recovery were conducted per criteria set by the AOAC International.  The strength of this method 

368 

is  that  it  can  simultaneously  quantitate  total  procyanidins,  average  degree  of  polymerization, 

369 

ratio of A‐type linkages, and A‐type procyanidin equivalents in cranberry products. This method 

370 

also has several drawbacks. Sample preparation procedure was lengthy and includes a chemical 

371 

reaction, which may have caused poor recovery at low concentration. Some unique or modified 

372 

procyanidins, such as trimers with two sets of A‐type linkages or aldehyde modified cranberry 

373 

procyanidins  27,  could  not  be  quantified  using  this  method.  This  method  measures  only 

374 

extractable procyanidins. However, it can be modified to include unextractable procyanidins by 

375 

combining extraction and depolymerization steps in a “one‐pot” approach. 

19   

ACS Paragon Plus Environment

 

Journal of Agricultural and Food Chemistry

  376 

REFERENCES 

377 

1.  McKay, D. L.; Blumberg, J. B., Cranberries (Vaccinium macrocarpon) and cardiovascular disease risk 

378 

factors. Nutrition reviews 2007, 65, 490‐502. 

379 

2.  Gu, L.; Kelm, M. A.; Hammerstone, J. F.; Beecher, G.; Holden, J.; Haytowitz, D.; Prior, R. L., Screening 

380 

of  foods  containing  proanthocyanidins  and  their  structural  characterization  using  LC‐MS/MS  and 

381 

thiolytic degradation. Journal of agricultural and food chemistry 2003, 51, 7513‐21. 

382 

3.  Foo, L. Y.; Lu, Y.; Howell, A. B.; Vorsa, N., A‐Type proanthocyanidin trimers from cranberry that inhibit 

383 

adherence of uropathogenic P‐fimbriated Escherichia coli. Journal of natural products 2000, 63, 1225‐

384 

8. 

385 

4.  Gu, L., Analysis Methods of Proanthocyanidins. In Analysis of Antioxidant‐Rich Phytochemicals, Wiley‐

386  387 

Blackwell: 2012; pp 247‐274.  5.  Prior, R. L.; Gu, L., Occurrence and biological significance of proanthocyanidins in the American diet. 

388 

Phytochemistry 2005, 66, 2264‐80. 

389 

6.  Wang,  Y.;  Singh,  A.  P.;  Hurst,  W.  J.;  Glinski,  J.  A.;  Koo,  H.;  Vorsa,  N.,  Influence  of  Degree‐of‐

390 

Polymerization  and  Linkage  on  the  Quantification  of  Proanthocyanidins  using  4‐

391 

Dimethylaminocinnamaldehyde (DMAC) Assay. Journal of agricultural and food chemistry 2016, 64, 

392 

2190‐9. 

393 

7.  Robbins, R. J.; Leonczak, J.; Li, J.; Johnson, J. C.; Collins, T.; Kwik‐Uribe, C.; Schmitz, H. H., Determination 

394 

of flavanol and procyanidin (by degree of polymerization 1‐10) content of chocolate, cocoa liquors, 

395 

powder(s), and cocoa flavanol extracts by normal phase high‐performance liquid chromatography: 

396 

collaborative study. Journal of AOAC International 2012, 95, 1153‐60. 

397 

8.  Thompson, R. S.; Jacques, D.; Haslam, E.; N., T. R. J., Plant proanthocyanidins. Part I. Introduction; the 

398 

isolation, structure, and distribution in nature of plant procyanidins. Journal of the Chemical Society, 

399 

Perkin Transactions 1 1972, 1972, 1387‐1399. 

400 

9.  Torres, J.; Selga, A., Procyanidin size and composition by thiolysis with cysteamine hydrochloride and 

401 

chromatography. Chromatographia 2003, 57, 441‐445. 

402 

10.  Cheah,  K.  Y.;  Howarth,  G.  S.;  Bindon,  K.  A.;  Kennedy,  J.  A.;  Bastian,  S.  E.,  Low  molecular  weight 

403 

procyanidins from grape seeds enhance the impact of 5‐Fluorouracil chemotherapy on Caco‐2 human 

404 

colon cancer cells. PloS one 2014, 9, e98921. 

405 

11.  Horwitz,  W.,  AOAC  guidelines  for  single  laboratory  validation  of  chemical  methods  for  dietary 

406  407 

supplements and botanicals. AOAC International, Gaithersburg, MD, USA 2002, 1219.  12.  Kiser, M. M.; Dolan, J. W., Selecting the best curve fit. LC GC NORTH AMERICA 2004, 22, 112‐117.  20   

ACS Paragon Plus Environment

Page 20 of 34

Page 21 of 34

Journal of Agricultural and Food Chemistry

  408 

13.  Rojas, M. J.; Castral, T. C.; Giordano, R. L.; Tardioli, P. W., Development and validation of a simple high 

409 

performance  liquid  chromatography–evaporative  light  scattering  detector  method  for  direct 

410 

quantification of native  cyclodextrins  in a cyclization  medium.  Journal of Chromatography A  2015, 

411 

1410, 140‐146. 

412 

14.  Shim,  Y.‐S.;  Kim,  J.‐C.;  Jeong,  S.‐W.,  Simultaneous  Determination  of  Piperine,  Capsaicin,  and 

413 

Dihydrocapsaicin  in  Korean  Instant‐Noodle  (Ramyun)  Soup  Base  Using  High‐Performance  Liquid 

414 

Chromatography with Ultraviolet Detection. Journal of AOAC International 2016, 99, 187‐192. 

415 

15.  Gu,  L.;  Kelm,  M.;  Hammerstone,  J.  F.;  Beecher,  G.;  Cunningham,  D.;  Vannozzi,  S.;  Prior,  R.  L., 

416 

Fractionation of polymeric procyanidins from lowbush blueberry and quantification of procyanidins 

417 

in selected foods with an optimized normal‐phase HPLC‐MS fluorescent detection method. Journal of 

418 

agricultural and food chemistry 2002, 50, 4852‐60. 

419 

16.  Kennedy, J. A.; Jones, G. P., Analysis of proanthocyanidin cleavage products following acid‐catalysis in 

420 

the presence of excess phloroglucinol. Journal of agricultural and food chemistry 2001, 49, 1740‐1746. 

421 

17.  Nováková, L.; Solichová, D.; Solich, P., Advantages of ultra performance liquid chromatography over 

422 

high‐performance  liquid  chromatography:  Comparison  of  different  analytical  approaches  during 

423 

analysis of diclofenac gel. Journal of separation science 2006, 29, 2433‐2443. 

424 

18.  Fekete, S.; Oláh, E.; Fekete, J., Fast liquid chromatography: the domination of core–shell and very fine 

425 

particles. Journal of chromatography A 2012, 1228, 57‐71. 

426 

19.  White,  B.  L.;  Howard,  L.  R.;  Prior,  R.  L.,  Impact  of  different  stages  of  juice  processing  on  the 

427 

anthocyanin,  flavonol,  and  procyanidin  contents  of  cranberries.  Journal  of  agricultural  and  food 

428 

chemistry 2011, 59, 4692‐4698. 

429 

20.  Rafferty,  J.  L.;  Siepmann,  J.  I.;  Schure,  M.  R.,  Mobile  phase  effects  in  reversed‐phase  liquid 

430 

chromatography:  A  comparison  of  acetonitrile/water  and  methanol/water  solvents  as  studied  by 

431 

molecular simulation. Journal of Chromatography A 2011, 1218, 2203‐2213. 

432 

21.  Stalcup, A. M.; Martire, D. E.; Wise, S. A., Thermodynamic comparison of monomeric and polymeric 

433 

C18  bonded  phases  using  aqueous  methanol  and  acetonitrile  mobile  phases.  Journal  of 

434 

Chromatography A 1988, 442, 1‐14. 

435 

22.  Torres, J.; Bobet, R., New flavonol Derivatives from grape byproducts. Antioxidant aminoethylthio‐

436 

flavan‐3‐ol cojugaties from a polymeric waste fraction used as a source of flavonols. J. Agric. Food 

437 

Chem 2001, 4627‐4634. 

438 

23.  Guyot, S.; Marnet, N.; Drilleau, J.‐F., Thiolysis− HPLC characteriza on of apple procyanidins covering 

439 

a large range of polymerization states. Journal of agricultural and food chemistry 2001, 49, 14‐20.  21   

ACS Paragon Plus Environment

Journal of Agricultural and Food Chemistry

  440 

24.  Souquet, J.‐M.; Labarbe, B.; Le Guernevé, C.; Cheynier, V.; Moutounet, M., Phenolic composition of 

441 

grape stems. Journal of agricultural and food chemistry 2000, 48, 1076‐1080. 

442 

25.  Gu, H.; Liu, G.; Wang, J.; Aubry, A.‐F. o.; Arnold, M. E., Selecting the correct weighting factors for linear 

443 

and quadratic calibration curves with least‐squares regression algorithm in bioanalytical LC‐MS/MS 

444 

assays  and  impacts  of  using  incorrect  weighting  factors  on  curve  stability,  data  quality,  and  assay 

445 

performance. Analytical chemistry 2014, 86, 8959‐8966. 

446 

26.  Pelillo, M.; Bonoli, M.; Biguzzi, B.; Bendini, A.; Gallina Toschi, T.; Lercker, G., An investigation in the 

447 

use  of  HPLC  with  UV  and  MS‐electrospray  detection  for  the  quantification  of  tea  catechins.  Food 

448 

Chemistry 2004, 87, 465‐470. 

449 

27.  Arbenz,  A.;  Avérous,  L.,  Chemical  modification  of  tannins  to  elaborate  aromatic  biobased  macromolecular architectures. Green Chemistry 2015, 17, 2626‐2646. 

450 

451 

Funding: This research was funded in part by a grant from Ocean Spray Cranberries, Inc.   

22   

ACS Paragon Plus Environment

Page 22 of 34

Page 23 of 34

Journal of Agricultural and Food Chemistry

  452 

FIGURE CAPTIONS 

453 

Figure 1  Thiolytic products of three representative procyanidin trimers (A, B, C) using cysteamine 

454 

as a thiolysis reagent. (1): catechin, (2): epicatechin, (3): thio‐epicatechin (3,4‐trans‐epicatechin 

455 

cysteamine thioether), (4): procyanidin A2, (5): thio‐A2 (procyanidin A2 cysteamine thioether) 

456 

Figure 2 HPLC chromatograms of thiolyzed partially purified cranberry procyanidins on Kinetex 

457 

2.6 µm C18 column (A) and StableBond 5 µm C18 column (B). Detection wavelength: 280 nm. 

458 

Peak 1‐5 match the structure of the same number in Figure 1. 

459 

Figure 3 Normal phase HPLC chromatograms of partially purified cranberry procyanidins before 

460 

(A) and after thiolysis (B). Thiolysis was performed at 70 °C in 0.3 M acidity and 5‐fold excess of 

461 

cysteamine  for  20‐minute.  Peaks  1‐4  match  structure  of  the  same  number  in  Figure  1.  6: 

462 

procyanidin B2, 7: procyanidin trimers. 8: procyanidin polymers, 9: unknown compounds 

23   

ACS Paragon Plus Environment

Journal of Agricultural and Food Chemistry

Page 24 of 34

 

  Table 1. HPLC‐MS Analysis of Thiolytic Products of Partially Purified Cranberry Procyanidins  a

No    (1)  (2)  (3)  (4)  (5) 

Calculated  Thiolytic products  monoisotopic  [M+H]+  Catechin  12.7  C15H14O6  291.0868  Epicatechin  20.6  C15H14O6  291.0868  Thio‐epicatechin  14.3  C17H19O6SN  366.1011  Procyanidin A2  29.4  C30H24O12  577.1346  Thio‐A2  18.4  C32H29O12SN  652.1488  a Number of thiolytic products (1‐5) matches those in Figure 1.  Retention  time (min) 

Observed  monoisotopic [M+H]+ 

Molecular  formula 

291.0863  291.0863  366.1006  577.1341  652.1483 

       

 

   

 

24   

ACS Paragon Plus Environment

Page 25 of 34

Journal of Agricultural and Food Chemistry

 

  Table 2. Standard Curves for Thiolytic Products  Standard  curve 

X‐axis (independent  variable) 

#1 

Weight or molar amount of  Summed peak areas  terminal unit in procyanidin  of (1) and (2)  B2 

(3): Thio‐epicatechin 

#2 

Weight or molar amount of  Peak area of (3)  extension unit in  procyanidin B2 

#3 

Weight or molar amount of  Peak area of (4)  procyanidin A2 

(4): Procyanidin A2 

Y‐axis (dependent  variable) * 

*Number of thiolytic products (1‐5) matches those in Figure 1.     

 

25   

ACS Paragon Plus Environment

Thiolytic products  quantified *  (1) + (2):  Catechin + Epicatechin 

(5): Thio‐A2 

Journal of Agricultural and Food Chemistry

 

Table 3. HPLC Peak Areas of Five Thiolytic Products of Partially Purified Cranberry Procyanidins under Different Thiolysis Conditions  Chromatogram Peak Area   

 

(1) Catechin  (2) Epicatechin  (3)Thio‐epicatechin  (4) Procyanidin A2  (5)Thio‐A2  60  37.5±1.5 C  313.5±11.7 AB  1112.5±27.1 B  538.8±39.9 B  133.6±9.9 C  Temperature  70  57.1±2.1 B  340.7±15.4 A  1534.1±86.8 A  670.8±30.1 A  349.1±3.4 B  (°C)a  80  93.0±1.5 A  295.1±5.4 B  1645.8±48.5 A  671.2±9.5 A  731.7±13.2 A  10  50.1±11.8 B  320.2±8.3 BC  1241±22.8 C  588.2±23.1 B  220.3±11.6 D  15  55.3±1.9 B  343.9±10.2 A  1436±59.7 B  655±4.4 A  342.4±15.6 C  Time (minute)b  20  63.7±2.8 AB  332.3±3.8 AB  1497±71.8 AB  678.4±25 A  441.1±3.6 B  25  71.6±1.8 A  310.8±3.5 C  1622.8±7.7 A  687.2±15.9 A  538.9±3 A  0.1  43.4±1.7 C  309.9±8.7 B  1252.9±65 B  586.6±22.5 B  219.4±6.9 D  c  0.2  63.8±1.6 B  333.2±11.1 A  1499.3±95 AB  683±15.1 A  448.2±6.2 C  Acidity (M)   0.3  79.4±0.9 A  318.7±4.5 AB  1625.4±57 A  690±13.3 A  578±11.5 B  0.4  79.3±7.5 A  288.7±4.9 C  1567.6±172 A  638.7±46.1 AB  676.3±19 A  2  93.4±7.7 A  319.5±11 A  1546.4±86.7 A  679.6±45.6 A  391.2±4.8 B  5  100.5±3.3 A  332.8±3.8 A  1564.7±80.4 A  702.3±21.2 A  530.2±33.3 A  Fold excess of  d cysteamine   10  98.5±9 A  346.7±17.6 A  1618.9±39.9 A  721.1±16.3 A  567±35.9 A  50  83.2±4.6 A  329.8±24 A  1569.1±42 A  709.4±22.6 A  584.6±19.2 A  Data are mean ± standard deviation for 3 determinations; Chemical structures of thiolytic products (1‐5) are shown in Figure 1; Data  in the same column with different letter labels are significantly different.  a  Reactions were conducted for 15 minutes using 0.2 M HCl and 500 mg/mL cysteamine (50 folds)  b  Reactions were conducted under 70 °C using 0.2 M HCl and 500 mg/mL cysteamine (50 folds)  c  Reactions were conducted under 70 °C for 20 minutes using 500mg/mL cysteamine (50 folds)  d  Reactions were conducted under 70 °C for 20 minutes using 0.3 M HCl      26   

ACS Paragon Plus Environment

Page 26 of 34

Page 27 of 34

Journal of Agricultural and Food Chemistry

 

Table 4. Relative Errors and Correlation Coefficients of Calibration Curves of Procyanidin A2, Thio‐Epicatechin and Epicatechin Using  Different Weighing Factors  Weighing 

1/x0 

1/x0.5 

1/x 

1/x2 

1/x3 

Relative error 

12.8 

3.10 

1.23 

0.962 

2.80 

R2 

0.9983 

0.9976 

0.9961 

0.9786 

0.9578 

Relative error 

10.6 

1.94 

0.82 

0.46 

0.64 

R2 

0.9975 

0.9976 

0.9973 

0.9934 

0.986 

Relative error 

5.37 

2.32 

1.45 

1.30 

2.67 

R2 

0.9996 

0.9994 

0.9984 

0.9709 

0.9646 

  (1)+(2)  Catechin+epiatechina  (3) Thio‐epicatechina 

(4) Procyanidin A2a  a

Molecular structures of thiolytic products (1‐4) are shown in Figure 1. 

   

 

27   

ACS Paragon Plus Environment

Journal of Agricultural and Food Chemistry

Page 28 of 34

 

Table 5. Linear Range, Limit of Detection (LOD), and Limit of Quantification (LOQ) of Thiolytic Products of Procyanidin A2 and  Procyanidin B2  Linear range  (mg/mL) 

Thiolytic adducts   a

Calibration  curve 

Average slope Intercept*

R2 

LOD  (mg/mL) 

LOQ  (mg/mL) 

(1)+(2) Catechin+epicatechin   0.05‐20.0 

y=376x‐13.5 

376 

13.5±2.05 0.9961

0.018 

0.054 

(3) Thio‐epicatechin a 

0.01‐10.0 

y=372x+2.13 

372 

2.13±1.15 0.9934

0.010 

0.031 

(4) Procyanidin A2 a 

0.05‐10.0 

y=962x‐10.3 

962 

10.3±4.9  0.9994

0.017 

0.051 

         

*Intercept is mean ± standard deviation for 3 determinations  a

Molecular structures of thiolytic products (1‐4) are shown in Figure 1. 

                  28   

ACS Paragon Plus Environment

Page 29 of 34

Journal of Agricultural and Food Chemistry

 

  Table 6. Recovery and Precision of Spiked Procyanidin A2 and B2 Standards in Wheat Flour and Gatorade Beverage    

  

  

  

Concentrations 

Procyanidin  A2 

0.5 

76.6 ± 6.5 

82.1 ± 9.4 

8.4 

11 

16.1 

14.9 

1.0 

84.3 ± 6.1 

85.4 ± 10.8 

7.2 

13 

7.4 

6.9 

 

5.0 

84.5 ± 5.3 

92.5 ± 6.2 

6.2 

6.7 

6.7 

6.1 

 

0.5 

84.8 ± 14.3 

109 ± 13.1 

16.9 

12.0 

10.7 

3.3 

 

1.0 

84.0 ± 4.0 

108 ± 4.3 

4.8 

4.0 

9.6 

3.8 

 

5.0 

104 ± 7.6 

93 ± 6.8 

7.3 

7.3 

6.1 

7.3 

Wheat Flour  (mg/g) 

Gatorade  (mg/mL) 

Precision (RSD, %) 

Recovery (%) 

Intra‐day 

Inter‐day 

 

Procyanidin  Procyanidin  Procyanidin  Procyanidin  Procyanidin  B2  A2  B2  A2  B2 

*Data are mean ± standard deviation for 3 determinations           

29   

 

  

ACS Paragon Plus Environment

   

 

Journal of Agricultural and Food Chemistry

Page 30 of 34

 

  Table 7. Quantitation and Characterization of Procyanidins in Three Representative Cranberry Products  Cranberry products 

TPwa (mg/mL  or mg/g) 

TPmb (mmole/mL  or mmole/g) 

Craisins dried cranberries 

0.384±0.014 

0.92±0.03 

4.7±0.3 A  21.8%±0.7% B 

83.8±5.9 B 

Cranberry juice cocktail 

0.140±0.005 

0.33±0.01 

3.2±0.3 B  26.7%±0.9% A 

37.4±2.4 B 

Dietary supplement containing  cranberry extract 

0.915±0.138 

2.07±0.32 

2.7±0.2 B  29.2%±2.6% A 

258±55 A 

ADPc 

RALd 

APEe (µg/mL  or µg/ g) 

*Data  are  mean  ±  standard  deviation  for  3  determinations;  Data  in  the  same  column  with  different  letter  labels  are  significantly  different.  a  Total procyanidins in weight  b  Total procyanidins in mole  c  Average degree of polymerization  d  Ratio of A‐type linkages  e  A‐type procyanidin equivalents   

30   

ACS Paragon Plus Environment

Page 31 of 34

Journal of Agricultural and Food Chemistry

 

  Figure 1    OH O

HO

OH

OH OH

OH OH HO

O

O

OH

(1) catechin

OH

OH

+

OH

OH

OH

OH

or

OH

OH

OH OH HO

O

HO

OH

N H2

OH

O

HO HO

O

A

OH

OH HS

OH

S

N H2

(2) epicatechin

(3) thio-epicatechin

OH OH OH O

HO

O

OH

O

O

OH

+

OH

S

N H2

OH O

OH

OH

HO

(3) thio-epicatechin

OH

(4) procyanidin A2

OH

HO

OH OH

OH

NH2

O

O

HO

OH

HS

OH OH

B

O

HO OH

OH OH HO

OH

OH

OH

OH

OH OH

O

OH

HS

OH OH

HO

O

OH

O

OH

OH OH

OH

C

OH

NH2

OH OH HO

OH

OH OH

(2) epicatechin

(1) catechin

OH

O

HO

or

OH

O

OH OH

O

HO

O

OH

HO

+

O

OH

O

OH

OH OH OH

S

(5) thio-A2

N H2

OH OH

   

 

31   

ACS Paragon Plus Environment

Journal of Agricultural and Food Chemistry

Page 32 of 34

 

  Figure 2                                                  32   

ACS Paragon Plus Environment

Page 33 of 34

Journal of Agricultural and Food Chemistry

 

Figure 3                                              

 

33   

ACS Paragon Plus Environment

Journal of Agricultural and Food Chemistry

Page 34 of 34

 

  TOC Graphic 

                                    34   

ACS Paragon Plus Environment